Rabu, 14 April 2010

ANALISA KARBOHIDRAT METODE LUFF SCHROOL

ACARA
Praktikum pengujian kadar karbohidrat dengan metode luff schrool.
PRINSIP
Hidrolisis karbohidrat menjadi monosakarida yang dapat mereduksi Cu2+ menjadi Cu+ dan kelebihan Cu2+ dapat dititrasi dengan metode iodometri (tidak langsung).
TUJUAN
Menentukan kadar karbohidrat dalam sample
DASAR TEORI
Karbohidrat merupakan sumber kalori utama bagi hamper seluruh penduduk di dunia, khususnya bagi penduduk Negara yang berkembang. Pada tanaman, karbohidrat dibentuk dari reaksi CO2 dan H2O dengan bantuan sinar matahari melalui proses fotosintesis dalam sel tanaman yang berklorofil.

Sinar Matahari
CO2 + H2O (C6H12O6)n + O2 (Karbohidrat)

Karbohidrat banyak terdapat dalam bahan nabati, baik berupa gula sederhana, heksosa, pentosa, maupun karbohidrat dengan berat molekul yang tinggi seperti pati, pectin, selulosa, dan lignin. Karbohidrat yang terdapat dalam hasil ternak terutama terdiri dari glikogen.
Pada umumnya karbohidrat dapat dikelompokan menjadi monosakarida, oligosakarida, serta polisakarida.

Monosakarida
Monosakarida mengandung satu gugus aldehida disebut aldosa, sedangkan ketosa mempunyai satu gugus keton. Monosakarida dengan enam atom C disebut heksosa, misalnya glukosa (dekstrosa atau gula anggur).




HC = O H2C OH
HC OH C=O
HO C H HO C H
H C OH H C OH
H C OH H C OH
CH2OH CH2OH
D-Glukosa D-Frukrosa
Oligosakarida
Oligosakarida adalah polimer derajat polimerisasi 2 sampai 10 dan biasanya bersifat larut dalam air. Oligosakarida yang terdiri dari 2 molekul disebut disakarida, dan bila terdiri dari 3 molekul disebut triosa. Bila sukrosa (sakarosa atau gula tebu). Terdiri dari molekul glukosa dan fruktosa, laktosa terdiri dari molekul glukosa dan galaktosa.
Polisakarida
Polisakarida merupakan polimer molekul-molekul monosakarida yang dapat berantai lurus atau bercabang dan dapat dihidrolisis dengan enzim-enzim yang spesifik kerjanya.








Kerusakan pada karbohidrat :
Pencoklatan (Browning)
Pencoklatan enzimatis terjadi pada buah-buahan yang banyak mengandung substrat senyawa fenolik, reaksi pencoklatan non enzimatis belum diketahui atau dimengerti penuh. Umumnya ada 3 macam reaksi pencoklatan non enzimatik yaitu : karamelisasi, reaksi maillard dan pencoklatan akibat vitamin C.
Karamelisasi
Bila gula yang telah mencair tersebut dipanaskan terus hingga suhunya melalui titik leburnya, misalnya pada suhu 170oC maka mulailah terjadi karamelisasi sukrosa.
Reaksi Maillard
Reaksi-reaksi antara karbohidrat, khususnya gula pereduksi dengan gugus amina primer, disebut reaksi-reaksi maillard. Hasil reaksi tersebut menghasilkan bahan berwarna coklat, yang sering dikendaki atau kadang-kadang malah menjadi pertanda penurunan mutu.
Banyak cara yang dilakukan atau dapat dipergunakan untuk menentukan banyaknya karbohidrat dalam suatu bahan yaitu antara lain dengan cara kimiawi, cara fisik, cara enzimatik, atau biokimia dan cara kromatografi.
ALAT & BAHAN
Alat Bahan
Erlenmeyer 500 mL
Gelas ukur 250 mL
Corong butchner
Buret
Statif & Klem
Hot plate
Pendingin tegak
Beaker glass
Batu didih
Pipet volume
Pipet ukur
Pipet tetes
Neraca analitik
Spatula
Corong gelas
Labu ukur
Bulp / pipet filler Sample Cracker Beras
Aquadest
CH3COOH 3%
Luff Schrool
KI 20%
Na2S2O3 0,1 N
Amilum
NaOH 30%
H2SO4 25%
HCl 3%
Es batu

PROSEDUR
Sample ditimbang dengan seksama kurang lebih 5 gram kedalam Erlenmeyer 500 mL
HCl 3% ditambahkan sebanyak 200 mL dan didihkan selama 3 jam dengan pendingin tegak
Larutan didinginkan dan dinetralkan dengan larutan NaOH 30% (uji kualitatif dengan kertas lakmus atau Phenolphthalein) dan ditambahkan sedikit CH3COOH 3% agar suasana larutan agak sedikit asam.
Pindahkan isinya kedalam labu ukur 500 mL, dan aquadest ditambahkan sampai tanda batas, kemudian saring.
Filtrate dipipet sebanyak 10 mL kedalam Erlenmeyer 500 mL dan ditambahkan larutan luff school sebanyak 25 mL, kemudian ditambahkan air suling sebanyak 15 mL dan beberapa batu didih.
Campuran tersebut dipanaskan dengan nyala yang tetap. Diusahakan agar larutan dapat mendidih dalam waktu 3 menit (menggunakan stopwatch) didihkan terus sampai 10 menit.
Dinginkan dengan es batu dalam bak
Setelah dingin ditambahkan KI 20% sebanyak 15 mL dan H2SO4 25% sebanyak 25 mL perlahan-lahan
Titrasi secepatnya dengan larutan Na2S2O3 0,1 N (gunakan indicator amilum 0,5%)
Kerjakan blanko


DATA PENGAMATAN
Standarisasi larutan tiosulfat 0,1 N
Gram KIO3 mL Na2S2O3 N Na2S2O3
0,1006 26,7 0,1056

Penentuan kadar karbohidrat
Sample Berat (g) Na2S2O3 (mL) % Kaarbohidrat
Cracker beras I 5,0132 4,3 67,1680
Cracker beras II 5,0132 3,8 69,8032
Blanko - 18,2 -

Perhitungan
Sample I = Blanko 18,2 mL
Sample 3,2 mL
Mg gula = (0,4 x 2,8) + 35,7
= 36,82 mg
% karbohidrat = (36,82 x 0,1056:0,1 x 100 x 100% x 0,9)/5013,2
= 69,8032%
Sample II = blanko 18,2 mL
Sample 4,2 mL
Mg gula = (0,9 x 2,7) + 33
= 35,43 mg
% karbohidrat = (35,43 x 0,1056∶0,1 x 100 x 100% x 0,9)/5013,2
= 67,1680%
PEMBAHASAN
Luff schrool merupakan salah satu metode yang dapat digunakan dalam penentuan kadar karbohidrat secara kimiawi. Sample yang dipergunakan dalam praktikum ini adalah cracker beras yang banyak beredar dipasaran.
Sample yang dipakai pertama-tama dihaluskan dengan menggunakan blender, sebelum ditimbang sample dihomogenkan. Sample ditimbang sebanyak 5,0132 g.
Sample yang ditimbang dalam Erlenmeyer kemudian ditambahkan HCl 3% sebanyak 200 mL, penambahan HCl dimaksudkan untuk menghidrolisis karbohidrat, polimer karbohidrat sulit untuk bereaksi sehingga dengan penambahan asam, polimer akan terpecah menjadi monomer-monomer yang akan lebih mudah untuk bereaksi dengan senyawa lain. Hidrolisis pada sample dapat memisahkan karbohidrat dalam sample.
Setelah ditambahkan HCl, campuran sample dan HCl dipanaskan dengan menggunakan pendingin tegak, selama 3 jam. Hal ini dilakukan supaya jumlah komponen tidak berkurang karena air dan asam dalam sample tidak menguap (di refluks).
Setelah dipanaskan, sample dalam Erlenmeyer dinetralkan dengan larutan NaOH 30%, sampai sample dan campuran didalamnya netral, untuk mengetahui apakah larutan sudah mencapai netral maka diperlukan uji kualitatif dengan menggunakan kertas lakmus biru. Jika larutan tidak berubah warna maka larutan sudah netral.
Setelah larutan netral, kemudian ditambahkan CH3COOH atau asam lemah, penambahan asam asetat ini dimaksudkan agar larutan dalam suasana sedikit asam.
Dalam pengujian karbohidrat dengan metode luff schrool ini pH larutan harus diperhatikan dengan baik, karena pH yang terlalu rendah (terlalu asam) akan menyebabkan hasil titrasi menjadi lebih tinggi dari sebenarnya, karena terjadi reaksi oksidasi ion iodide menjadi I2

O2 + 4I- + 4H+ 2I2 + 2H2O

Sedangkan apabila pH terlalu tinggi (terlalu basa), maka hasil titrasi akan menjadi lebih rendah daripada sebenarnya, karena pada pH tinggi akan terjadi resiko kesalahan, yaitu terjadinya reaksi I2 yang terbentuk dengan air (hidrolisis).

I2 + H2O HOI + I- + H+
4HOI + S2O3= + H2O 2SO4= + 4I- + 6H+
Setelah itu larutan dipindahkan dalam labu ukur 500 mL, dan ditambahkan aquadest sampai tanda batas, dan saring. Proses penyaringan dilakukan dengan saring butchner vacuum, sehingga proses penyaringan berlangsung cepat. Lalu kocok sampai larutan homogen. Setelah itu larutan tersebut dipipet 5 mL dengan pipet volume dan dimasukan dalam Erlenmeyer 500 mL.
Setelah sample dimasukan dalam Erlenmeyer 500 mL, kemudian ditambahkan larutan luff schrool sebanyak 25 mL, dan 15 mL aquadest. Kemudian panaskan dengan pendingin tegak.
Larutan luff schrool akan bereaksi dengan sample yang mengandung gula pereduksi

R – COH + CuO Cu2O + R – COOH

Campuran tersebut ditambahkan batu didih untuk mencegah terjadinya letupan (bumping). Proses pemanasan, diusahakan larutan mendidih dalam waktu 3 menit dan biarkan mendidih selama 10 menit, hal ini dimaksudkan agar proses reduksi berjalan sempurna, dan Cu dapat tereduksi dalam waktu kurang lebih 10 menit.
Agar tidak terjadi pengendapan seluruh Cu3+ yang tereduksi menjadi Cu+ sehingga tidak ada kelebihan Cu2+ yang dititrasi maka larutan harus mendidih atau diusahakan mendidih dalam waktu 3 menit.
Campuran tersebut kemudian didinginkan dalam bak yang berisi es. Agar pendinginan berlangsung cepat, maka pendinginan dengan es perlu dilakukan. Setelah campuran dingin kemudian ditambahkan KI 20% sebanyak 15 mL dan H2SO4 25% perlahan-lahan.
Penambahan larutan-larutan ini akan menimbulkan reaksi antara kuprioksida menjadi CuSO4 dengan H2SO4, dan CuSO4 tersebut bereaksi dengan KI.
Reaksi tersebut ditandai dengan timbulnya buih dan warna larutan menjadi coklat. Larutan tersebut kemudian dititrasi cepat dengan menggunakan larutan tio sulfat (Na2S2O3) 0,1 N. titrasi cepat dilakukan untuk menghindari penguapan KI.
Indicator yang dipergunakan adalah amilum. Penambahan indicator amilum dilakukan setelah campuran mendekati titik akhir, hal ini dilakukan karena apabila dilakukan pada awal titrasi maka amilum dapat membungkus iod dan mengakibatkan warna titik akhir menjadi tidak terlihat tajam.
Maka berdasarkan praktikum dan perhitungan, kadar karbohidrat dalam sample cracker beras adalah : yang pertama 69,8032% dan sample kedua 67,1680%
Tahapan reaksi yang terjadi adalah :

R – COH + CuO CuO2 + R – COOH
H2SO4 + CuO CuSO4 + H2O
CuSO4 + 2KI CuI2 + K2SO4
2CuI2 Cu2I2 + I2
I2 + Na2S2O3 Na2S4O6 + NaI

KESIMPULAN
Penentuan kadar karbohidrat dengan metode luff schrool dilakukan dengan menghidrolisis sample menjadi monosakarida yang dapat mereduksi oksida pada luff yaitu Cu2+ menjadi Cu+. Berdasarkan praktikum dan perhitungan maka karbohidrat total yang terkandung dalam sample, yang pertama adalah 69,8032% dan 69,1680%.
DAFTAR PUSTAKA
Harjadi, W. 1994. Ilmu Kimia Analitik Dasar. Jakarta : Gramedia.
Sudarmadji, Slamet. 1996. Analisa Bahan Makanan & Pertanian. Yogyakarta : Liberty
Winarno, FG. 1997. Kimia Pangan dan Gizi. Jakarta : Gramedia

Tidak ada komentar:

Poskan Komentar

.